Objetivo. Evaluar en un diluyo-conservador liofilizado a base de Tris, el efecto de la concentración de Sero Albúmina Bovina (BSA) en la congelabilidad del semen caprino, sin realizar el lavado seminal, comparado con un diluyo-conservador control de lactosa-leche descremada (DC), eliminando el plasma seminal por centrifugación. Materiales y métodos. Se determinó en 90 eyaculados, volumen, motilidad, concentración, viabilidad y morfología espermática. Los eyaculados aptos, fueron mezclados y el pool dividido en cinco porciones, cada una recibió una de 4 combinaciones liofilizados a base de Tris-Glucosa-Ac. Cítrico y Glicerol, con diferentes concentraciones de BSA (0.1, 0.5%, 1 y 2%) o DC. Se congeló en pastillas de 0.1 ml en vapores de nitrógeno, y transcurridos 2 min., fueron almacenadas en nitrógeno líquido hasta su descongelación, 7 días después, se determinaron: porcentaje de motilidad (30, 120 y 240 minutos), viabilidad, acrosomas dañados y anomalías totales (30 y 120 minutos) y se compararon mediante un modelo de Regresión Logística Binaria. Resultados.La mayor motilidad espermática y viabilidad (p<0.05) en los tres tiempos fue para 0.5%, 1% y 2 % de BSA, que fueron superiores al 0.1% de BSA y DC. Los acrosomas dañados y las anomalías totales a los 30 y 120 minutos fueron menores (p<0.05) para 0.5%, 1% y 2 % de BSA en comparación con el 0.1% y DC. Conclusiones.La crioconservación del semen caprino, no requiere lavado seminal por centrifugación si se utiliza como protector de membrana BSA al 0.5-2% en un diluyo-conservador liofilizado a base de Tris-Glucosa-Ácido Cítrico y Glicerol.

La congelación posibilita preservar espermatozoides por tiempo indefinido, sin embargo, para lograr el éxito en este proceso es necesario conocer las particularidades de las especies cuyos eyaculados se desea crio preservar (1).

El plasma seminal del caprino, a diferencia de otras especies posee un elevado contenido de Fosfolipasa A, enzima que reacciona con la yema de huevo (YH) y con la leche descremada (LD), elementos obligados en la composición del diluyo-conservador como protectores de membrana contra el choque frío (2), que se produce durante el período de equilibrio al enfriar desde 37.C a 5.C y transcurre posterior a la dilución y previo a la congelación. Esta reacción enzimática entre la Fosfolipasa A y la Lecitina de la YH o los Triglicéridos de la LD, produce ácidos grasos y lisolecitinas, sustancias toxicas que afectan la población espermática y reducen la capacidad de congelación (3).

Se han utilizado diferentes métodos para minimizar o anular el efecto de la Fosfolipasa A del semen caprino; el procedimiento convencional ha sido la remoción del plasma seminal mediante el lavado asociado a centrifugación, donde también se pierden proteínas, azúcares y lípidos (4) necesarios para mantener las funciones vitales del espermatozoide.

Algunos autores proponen utilizar bajos porcentajes de yema de huevo en los diluyo-conservadores para minimizar este efecto (5), mientras otros recomiendan diluyo-conservadores que no contengan proteínas de origen animal (6). Estudios recientes señalan que la BSA protege la membrana espermática durante el shock de enfriamiento (7) y en otras investigaciones se ha utilizado como sustituto de la YH (8). El uso de esta proteína como protector de membrana contra el choque frío en la composición del diluyo-conservador, pudiera posibilitar eliminar el paso del lavado por centrifugación, en el proceso de congelación del semen caprino.

En este sentido, el objetivo de esta investigación fue evaluar en un diluyo-conservador liofilizado a base de Tris, el efecto de la concentración de BSA en la congelabilidad del semen caprino, sin realizar el lavado seminal, comparado con un diluyo-conservador control compuesto por lactosa-leche descremada (DC), donde se eliminó el plasma seminal por centrifugación.

Sitio de estudio. Esta investigación se llevó a cabo en la Habana, Cuba, en el Laboratorio de Tecnología del Semen del Centro de Investigaciones para el Mejoramiento Animal de la Ganadería Tropical (CIMAGT), ubicado a 21º 31’ 18.3’’ N 77º 46.87’ O, con una temperatura promedio de 25°C y una humedad relativa del 80%.

Animales. Se utilizaron indistintamente como donantes de semen, dos machos caprinos de las razas Saanen, tres de la raza Alpina y seis de la raza Boer, con una edad entre 3 a 5 años, estabulados, ubicados individualmente y con una alimentación controlada y estable, a base de concentrados (1 kg diario/animal), forraje (5 kg diario/animal 2 veces al día), sales minerales y agua ad libitum.

Colección y evaluación del semen. Se procesaron un total de 90 eyaculados en 12 réplicas, la colección de semen se realizó mediante Vagina Artificial dos veces por semana, siempre en presencia de una hembra en celo, que se encontraba atada a un cepo en la sala de monta. Inmediatamente después se valoró el volumen (ml) mediante colector graduado, el porcentaje de motilidad por evaluación al microscopio con un aumento de 40x, la concentración espermática (x 10./ml) mediante conteo en cámara de Neubauer, el porcentaje de espermatozoides vivos (viabilidad) por tinción con eosina-nigrosina y el porcentaje de anomalías espermáticas totales (morfología) utilizando un microscopio de contraste de fase. Los eyaculados clasificados como aptos para ser procesados (volumen ≥ 0.5 ml; motilidad ≥ 80%; concentración espermática ≥3000 x 10./ml; viabilidad ≥ 80% y anomalías espermáticas totales ≤20%), fueron mezclados y el pool fue dividido en cinco porciones.

Diluyo-conservadores. Se utilizó un diluyo-conservador compuesto por Tris (4.4g), Ácido Cítrico (2.3g) y Glucosa (0.74g) en 100 ml de agua bidestilada con cuatro niveles de BSA (D1:0.1%; D2:0.5%; D3:1% y D4:2%); y el diluyo-conservador control (DC) compuesto por lactosa (4g) y leche descremada (10g) en 100 ml de agua bidestilada; en todas las combinaciones se utilizó como antimicrobianos, penicilina con estreptomicina (1000 UI/ml- 1 mg/ml, respectivamente), las cinco formulaciones fueron liofilizadas. Previo a la dilución del semen, el volumen de cada medio liofilizado fue restituido, con agua bidestilada a 37°C y se le añadió el crioprotector, Dimetil Sulfóxido (DMSO) al 0.2% (v/v) y Glicerol al 6% (v/v) para el control y Glicerol al 6% (v/v) para el resto de las combinaciones.

Dilución del semen. Cada porción de eyaculado procedente del pool, recibió el diluyo-conservador correspondiente según los cálculos realizados para la dilución y según el método de congelación a utilizar (lavado por centrifugación o no). Cuando se utilizó el diluyo-conservador liofilizado a base de Tris-Glucosa-Ácido Cítrico y BSA, en sus cuatro concentraciones, el semen fue diluido inmediatamente después de la colecta a una temperatura de 37°C, según los cálculos de dilución, sin realizar lavado seminal y en un solo paso. Cuando se utilizó el diluyo-conservador liofilizado control (DC), después de la evaluación del eyaculado, se eliminó el plasma seminal mediante el lavado por centrifugación (2500 rpm, durante 15 min.) para lo cual el semen fue diluido en solución ODT en una relación de volumen 1:9 (v/v; semen:ODT), posteriormente se descartó totalmente el sobrenadante, utilizando una pipeta Pasteur y se le añadió el diluyo-conservador a 37°C en un solo paso, según los cálculos realizados para la dilución. La concentración espermática en todas las muestras fue de 1.5 x 10./ml. Después de la dilución, todas las muestras fueron evaluadas al microscopio para comprobar la motilidad antes ser sometidas al período de equilibrio.

Período de equilibrio. Inmediatamente después de la dilución, se colocó cada muestra en un recipiente con agua a 37°C y se trasladaron al refrigerador a 5°C durante 2 horas para lograr el descenso gradual de la temperatura.

Congelación del semen. La congelación del semen se realizó en pastillas de 0.1 ml en vapores de nitrógeno (-75°C), por goteo sobre una placa de acrílico situada a 4 cm de la superficie de éste, transcurridos 2 minutos, las pastillas de semen congeladas fueron depositadas en viales plásticos previamente identificados (código del semental, fecha de congelación, especie, medio de congelación, # de dosis) y depositadas en un termo con nitrógeno líquido (-196°C) donde permanecieron hasta su descongelación.

Descongelación. Se utilizó un baño María con control de temperatura, se depositó una pastilla de cada muestra congelada en un tubo de ensayo con 1 ml de solución descongelante (Citrato de Sodio al 1.94% y Bromuro de Potasio al 0.66%) a 37°C agitándose hasta su descongelación.

Evaluación del semen descongelado (Test de incubación). Después de la descongelación, las muestras permanecieron en Baño María a 37°C donde se determinó porcentaje de motilidad a los 30, 120 y 240 minutos, porcentaje de viabilidad (vivos), porcentaje de acrosomas dañados (roto o inexistente) y porcentaje de anomalías espermáticas totales (a los 30 y 120 minutos). Cada muestra fue evaluada por duplicado, por un técnico experimentado sin previo conocimiento de la identificación de las mismas.

Para determinar la motilidad post descongelación, se tomó 5 µL de cada muestra de semen descongelado, se depositó en un portaobjeto atemperado (37ºC), sobre la gota se colocó un cubreobjeto atemperado y se observó al microscopio con platina térmica, con un aumento de 100x; se valoró en una escala de 0-100.

La viabilidad de los espermatozoides se evaluó mediante el método de tinción con eosina-nigrosina, fueron contados 400 espermatozoides en un microscopio con platina calentable con un aumento de 1000X. Los espermatozoides que mostraban una tinción púrpura parcial o completa se consideraron no viables. Solo los espermatozoides que mostraban una exclusión estricta de la tinción se contaron como viables.

Para determinar los porcentajes de acrosomas dañados y anomalías espermáticas totales, se depositó 3 gotas de solución Glutaraldehido (Citrato de Sodio al 2.9% y 2 mL Glutaraldehido) y 1 gota de semen de cada muestra de semen descongelado en un portaobjeto atemperado a 37°C, se homogenizó y realizó una extensión muy fina en un porta objeto desgrasado, se secó y observó al microscopio de contraste de fase, se realizó el conteo de 400 espermatozoides (aumento de 1000x, en aceite de inmersión).

Análisis estadístico. Las variables motilidad, viabilidad (vivos), anomalías del acrosoma y anomalías totales, se analizaron utilizando un modelo de Regresión Logística Binaria (9), ajustando un modelo con dos predictores categóricos: el diluyente y el tiempo transcurrido, y como variable de respuesta la opción de que el espermatozoide presente motilidad, viabilidad (vivos), acrosomas dañados y anomalías totales.

La probabilidad de ocurrencia de dichos eventos se determinó mediante el siguiente modelo:

P(respuesta)= exp(Y’) / (1 + exp(Y’))

Donde la respuesta fue: si hay motilidad, viabilidad (vivos) o anomalías en el semen.

Así, para probar que hay motilidad, el modelo fue el siguiente:

P(si)= exp(Y’) / (1 + exp(Y’))

Donde:

Y’ = -0.6941 + 0.0 (30 min) - 0.1554 (120 min) - 0.4232 (240 min) + 0.0797 (BSA al 0.1%) + 0.4374 (BSA al 0.5%) + 0.4783 (BSA al 1%) + 0.4725 (BSA al 2%) + 0.1251 (control)

Para determinar la probabilidad de supervivencia (vivos), el modelo fue:

P(si)= exp(Y’) / (1 + exp(Y’))

Donde:

Y’ = -0.6384 + 0.0602 (BSA al 0.1%) + 0.3240 (BSA al 0.5%) + 0.3707 (BSA al 1%) + 0.3274 (BSA al 2%) + 0.0935 (control) + 0.0 (30 min) - 0.1801 (120 min)

Para determinar la probabilidad de anomalías totales, el modelo fue:

P(si)=exp(Y’) / (1 + exp(Y’))

Donde:

Y’ = -0.6268 - 0.1249 (BSA al 0.1%) - 0.8338 (BSA al 0.5%) - 0.8618 (BSA al 1%) - 0.8237 (BSA al 2%) - 0.6418 (control) + 0.000000 (30 min) + 0.2426 (60 min)

Para establecer la diferencia entre los diluyentes y los tiempos, respecto a las predicciones para cada uno de los modelos, se utilizaron los intervalos de confianza al 95% para cada una de dichas predicciones.

Se graficaron los porcentajes promedio para cada nivel de concentración del diluyente en los diversos tiempos probados, agregando al gráfico la tendencia de regresión que más se ajusta al comportamiento de la variable de respuesta en cada caso.

Cumplimiento de normas éticas y de bienestar animal. Se dio cabal cumplimiento a los artículos 47-52 del Capítulo VIII del Decreto Ley No.31 de Bienestar Animal de la República de Cuba.

En la figura 1 se puede apreciar que la probabilidad de motilidad espermática fue mayor (p<0.05) en todos los tiempos para las concentraciones de BSA de 0.5, 1.0 y 2.0%, comparado con la concentración de 0.1% de BSA y el control. No hubo diferencia significativa (p>0.05) entre las concentraciones de BSA al 0.5, 1.0 y 2.0% en ninguno de los tres tiempos, de igual forma, la concentración de 0.1% de BSA y el control fueron iguales (p>0.05) en los tres tiempos. Se puede observar que en todos los tratamientos, la probabilidad de motilidad espermática sigue una tendencia lineal negativa en relación con el tiempo transcurrido.

El efecto de la concentración de BSA sobre el porcentaje de motilidad a los 30, 120 y 240 min de incubación se muestra en las figuras 2, 3 y 4, respectivamente, donde se puede apreciar que en todos los tiempos la concentración de BSA respecto al porcentaje de motilidad, sigue una tendencia cuadrática. La concentración de 0.1% de BSA presentó porcentajes de motilidad de 34.2, 32.5 y 26.2%; la concentración de 0.5% de BSA 40.8, 39.17 y 37.1%; la concentración de 1.0% de BSA 41.7, 40.0 y 38.3%; la concentración de 2.0% de BSA 41,2, 40.4 y 37.9%, para los tiempos de 30, 120 y 240 minutos, respectivamente. Sin embargo, los porcentajes de motilidad entre las concentraciones de BSA del 0.5, 1.0 y 2.0%, para los tres tiempos, fueron similares estadísticamente (p>0.05) en todos los tiempos de incubación.

La probabilidad de viabilidad espermática post descongelación entre las concentraciones de BSA y el control durante el tiempo de incubación (30 y 120 minutos) se presenta en la figura 5, la viabilidad espermática para las concentraciones de 0.5, 1.0 y 2.0% de BSA fueron iguales entre si (p>0.05) dentro de cada tiempo, pero superiores (p<0.05) a la viabilidad observada para la concentración de 0.1% de BSA y el control, estos dos tratamientos fueron iguales entre si (p>0.05) dentro de cada uno de los tiempos. La probabilidad de viabilidad espermática para todos los tratamientos a través de los dos tiempos de incubación siguió una tendencia lineal negativa.

En las figuras 6 y 7 se aprecia el efecto de la concentración de BSA sobre el porcentaje de viabilidad espermática durante el test de incubación a los 30 y 120 minutos, respectivamente. La concentración más baja de BSA (0.1%), registró el menor porcentaje de motilidad (35.91%), sin embargo, al incrementar la concentración de BSA se alcanzan los porcentajes más elevados de viabilidad espermática (41.33, 42.25 y 41.83%, para D2, D3 y D4, respectivamente). Este comportamiento se mantuvo a los 120 minutos (31.91, 38.75, 40.08 y 38.41%, para D1, D2, D3 y D4, respectivamente).

La probabilidad de acrosomas dañados post descongelación entre los diluyentes a base de BSA en sus cuatro diferentes concentraciones y el DC durante el test de incubación se presenta en la Figura 8. A los 30 minutos, la menor probabilidad de acrosomas dañados corresponde a las concentraciones de BSA de 0.5, 1.0 y 2.0%, no hubo diferencia entre ellas (p>0.05), el tratamiento control tuvo mayor probabilidad de acrosomas dañados (p<0.05) aunque inferior a la probabilidad que presentó la concentración de BSA al 0.1%. Este comportamiento para las concentraciones de BSA a los 30 minutos, se repitió a los 120 minutos.

En las figuras 9 y 10 se muestra el comportamiento de la concentración de BSA sobre el porcentaje de acrosomas dañados durante el test de incubación a los 30 y 120 minutos, respectivamente. A los 30 minutos, se observa que D1 (0.1% BSA) presentó el mayor porcentaje de acrosomas dañados (32.42%), las concentraciones de BSA de 0.5, 1 y 2.0% mostraron un descenso en el porcentaje de acrosomas dañados (19.05, 18.92 y 19.67%, respectivamente). Este comportamiento se mantuvo a los 120 minutos (37.17, 22.17, 21.83 y 22.33%, para 0.1, 0.5, 1.0 y 2.0%, respectivamente).

La probabilidad de anomalías espermáticas totales post descongelación entre los diluyentes a base de BSA en sus cuatro diferentes concentraciones y el DC durante el test de incubación se presenta en la Figura 11. A los 30 minutos, la menor probabilidad de anomalías espermáticas totales corresponde a las concentraciones de BSA de 0.5, 1.0 y 2.0%, no hubo diferencia entre ellas (p>0.05), el tratamiento control tuvo mayor probabilidad de anomalías totales (p<0.05) aunque inferior a la probabilidad que presentó la concentración de BSA al 0.1%. Este comportamiento para las concentraciones de BSA a los 30 minutos, se repitió a los 120 minutos.

En las figuras 12 y 13 se muestra el comportamiento de la concentración de BSA sobre el porcentaje de anomalías espermáticas totales durante el test de incubación a los 30 y 120 minutos, respectivamente. A los 30 minutos, se observa que D1 (0.1% BSA) presentó el mayor porcentaje de anomalías espermáticas totales (33.33%), las concentraciones de BSA de 0.5, 1 y 2.0% mostraron un descenso en el porcentaje de anomalías totales (20.33, 20.0 y 20.83%, respectivamente). Este comportamiento se mantuvo a los 120 minutos (37.87, 23.5, 23.33 y 23.92%, para 0.1, 0.5, 1.0 y 2.0%, respectivamente).

Al observar el comportamiento de la motilidad, viabilidad, acrosomas dañados y anomalías espermáticas totales post descongelación entre los diluyo-conservadores con BSA, en sus cuatro diferentes concentraciones, 0.1% (D1), 0.5% (D2), 1% (D3) y 2% (D4), podemos constatar que la menor probabilidad (p≤0.05) de motilidad y viabilidad espermática que coincide con la mayor probabilidad de acrosomas dañados y anomalías totales (p≤0.05), se observan con el D1, que se corresponde con la menor concentración de BSA (0.1%), al parecer este nivel es insuficiente para proteger la membrana espermática contra el choque frío, la congelación y la descongelación (10). Sin embargo, en la medida que se incrementó la concentración en 0.5, 1 y 2% (D2, D3 y D4), se observó una mayor probabilidad para la motilidad y viabilidad y una menor probabilidad de acrosomas dañados y anomalías totales, resultados que se mantuvieron durante todo el test de incubación.

El DC, compuesto por Leche Descremada, Lactosa, DMSO y Glicerol, donde se realizó el lavado seminal por centrifugación; fue estadísticamente igual al D1 mostrando la menor probabilidad de motilidad y viabilidad espermática, así como mayor probabilidad de acrosomas dañados y anomalías totales (p<0.05).

Resultados similares a los encontrados respecto al uso de BSA sobre la motilidad y viabilidad espermática, fueron reportados por otros autores (7), quienes sugieren el uso de la BSA como componente del diluyo-conservador, por su perfil de aminoácidos y funciones protectoras, estos autores, al igual que en nuestro estudio, observaron los mejores resultados de motilidad y viabilidad espermática y mayor integridad de la membrana, con una concentración de 0.5%, estos valores disminuyen cuando utilizan concentraciones inferiores (0.25%), según estos mismos autores, un indicador del efecto protector de la BSA contra el choque frío, la congelación y la descongelación lo constituye el análisis de la calidad del esperma durante el test de incubación determinado por la motilidad y viabilidad espermática.

Otros estudios (9), con diferentes concentraciones de BSA (0, 0.1, 0.4, 0.8, 1.2 y 1.6%) en el diluyo-conservador, observaron que la concentración de 0.8% fue superior al resto de las utilizadas; estos autores plantean que niveles muy bajos, son insuficientes y daría como resultado el agotamiento temprano de la fuente de energía disponible para el metabolismo celular de los espermatozoides y que niveles muy elevados, tienden a crear una condición hiperosmótica extrema, lo cual ejerce presión sobre la membrana de los espermatozoides, pudiendo ocurrir fracturas o rupturas con la consiguiente muerte celular.

Concentraciones superiores de BSA fueron utilizados por otros autores (11), quienes probaron concentraciones de BSA de 5, 7.5 y 10%, en la congelación del semen caprino y observaron los resultados más bajos para motilidad espermática, en la medida que las concentraciones fueron más elevadas (35.0, 30.8 y 28.8% respectivamente), este comportamiento también se observó para la integridad de la membrana (38.8, 34.6 y 33.4%), con diferencias significativas entre los tres tratamientos y en ambos parámetros.

La combinación de crioprotectores penetrantes y no penetrantes del DC, se sugiere para lograr mejor congelabilidad; el Glicerol y el DMSO, son crioprotectores penetrantes, de bajo peso molecular que inducen deshidratación (12).

La Lactosa, es un azúcar de alto peso molecular, que no puede difundirse a través de la membrana plasmática, e igualmente induce la deshidratación celular y por tanto en ambos casos, disminuye la probabilidad de formación de hielo intracelular, favoreciendo la supervivencia espermática a la crio preservación (3,13).

La Leche descremada actúa como protector de membrana contra el choque frío, forma una película protectora en la superficie del esperma y reemplaza los fosfolípidos de la membrana espermática que se pierden o dañan durante el proceso de crio preservación (14) al tiempo que mantienen la viabilidad y la motilidad de los espermatozoides no solo durante el choque frío del período de equilibrio, sino también en la congelación y descongelación (15). Sin embargo, el lavado seminal por centrifugación reduce la motilidad del esperma, aumenta las especies reactivas de oxígeno (ROS) y el stress oxidativo, así como los defectos morfológicos post descongelación (6,16,17,18).

Algunos autores coinciden con nuestro criterio de no eliminar el plasma seminal, su presencia es beneficiosa si se asocia al componente adecuado y en la proporción correcta (19,20), contiene gran cantidad de enzimas antioxidantes (Superóxido Dismutasa, Catalasa), que regulan la sobreproducción de ROS durante el descenso de la temperatura y la congelación (21,22), además, a través de sus enzimas antioxidantes protege la estructura de la célula espermática y previene el aumento de anomalías derivadas del proceso de crio conservación (23).

En este experimento, los resultados evidencian la superioridad de la formulación que contiene Tris-Glucosa-Ácido Cítrico-Glicerol y BSA, donde cada elemento cumple una función específica y se demuestra que la composición del diluyo-conservador, es importante, y determina la calidad del semen después de la descongelación. El Tris constituye el componente tampón más ampliamente usado en la congelación del semen caprino (17,24), y combinado con Ácido Cítrico proporciona el mejor sistema buffer para los diluyentes de esta especie (25), donde se ha observado mayor motilidad progresiva (44%) y mayor porcentaje de espermatozoides vivos (49%) comparado con otros buffers BES, TES y MES (3).

Los azúcares juegan un papel fundamental en la respiración de los espermatozoides, proporcionan equilibrio osmótico y crio protección en los diluyentes, la Glucosa es un sustrato excelente en el metabolismo del semen caprino y es esencial proporcionando la energía para que los espermatozoides puedan funcionar de manera fisiológica, además por su bajo peso molecular puede atravesar la membrana plasmática del espermatozoide (1) y actúa además como un crio protector penetrante, minimizando la formación de hielo intracelular lo que conduce a una mayor viabilidad después de la crio preservación (26,27).

El Glicerol es el crio protector penetrante más utilizado en el caprino (28), cuando ingresa al interior de la célula espermática, se une a la molécula de agua, provoca un estado de gel y produce un descenso en el punto de congelación lo que evita la formación de hielo intracelular, además favorece el reordenamiento de lípidos y proteínas de la membrana, lo que aumenta su fluidez, favorece la deshidratación a temperaturas más bajas, y provee una mayor capacidad para sobrevivir a la crio preservación (29).

La BSA es una lipoproteína de baja densidad soluble en agua, actúa como un crio protector no penetrante, se adhiere a la membrana del esperma y realiza su efecto interactuando con ella (11), la protege no solo contra el choque frío donde mantiene su permeabilidad selectiva e integridad funcional, sino también durante la congelación y descongelación evitando los agrietamientos y rupturas que se producen a consecuencia de este proceso (10,30). Contiene, además, grandes cantidades de ácidos grasos, que, a través de la Glucolisis, son utilizados para producir una mayor cantidad de energía y más duradera que la obtenida de la glucosa, por lo tanto, el suministro exógeno de BSA mejora la tasa de supervivencia de los espermatozoides después de la descongelación y además una de sus funciones más importantes es la eliminación de ROS que se producen a consecuencia del estrés oxidativo (11).

En este estudio, todos los diluyo-conservadores que contienen BSA en sus cuatro diferentes concentraciones tienen en común, la presencia del plasma seminal y la composición (Tris, Ácido Cítrico, Glucosa y Glicerol); por lo tanto, las diferencias en cuanto a porcentajes de motilidad, viabilidad, acrosomas dañados y anomalías totales observadas en el semen descongelado, está determinada por la concentración de BSA utilizada.

En conclusión, en el proceso de crio conservación del semen caprino, no es preciso realizar el lavado seminal por centrifugación si se utiliza como protector de membrana la BSA al 0.5% en un diluyo-conservador liofilizado a base de Tris-Glucosa-Ácido Cítrico y Glicerol.

Los autores declaran no tener conflicto de interés.