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Las proteínas del plasma seminal incrementan la viabilidad espermática post-descongelación del semen de toros Sanmartinero

Las proteínas del plasma seminal incrementan la viabilidad espermática post-descongelación del semen de toros Sanmartinero



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Cómo citar
Rueda A, F., Garcés P, T., Herrera L, R., Arbeláez R, L., Peña J, M., Velásquez P, H., Hernández V, A., Hernández V, A., & Cardozo C, J. (2013). Las proteínas del plasma seminal incrementan la viabilidad espermática post-descongelación del semen de toros Sanmartinero. Revista MVZ Córdoba, 18(1), 3327-3335. https://doi.org/10.21897/rmvz.195

Dimensions
PlumX
Fabián Rueda A
Tatiana Garcés P
Rocío Herrera L
Luis Arbeláez R
Miguel Peña J
Henry Velásquez P
Aureliano Hernández V
Aureliano Hernández V
Jaime Cardozo C

RESUMEN

Objetivo. El objetivo de este trabajo fue evaluar el efecto de la adición de proteínas del plasma seminal sobre el porcentaje de espermatozoides bovinos viables post-descongelación. Materiales y métodos. Los espermatozoides se congelaron usando dos medios (citrato-fructosa-yema y Bioxcell®) y la obtención de proteínas de plasma seminal de bajo peso molecular se realizó por medio de cromatografía líquida de baja presión. Las proteínas de interés eluyeron en las fracciones 21-25 y se sometieron a electroforésis en una y dos dimensiones. Los espermatozoides se incubaron a 37°C durante una hora, con 0.5, 1.0, 1.5 y 2.0 mg de la fracción 21-25. Se incluyeron dos tratamientos adicionales: uno con proteínas totales del plasma seminal y otro sin proteína. Resultados. La electroforésis bidimensional de las fracciones confirmó la presencia de siete puntos de proteína de bajo peso molecular (14-16 kDa y punto Isoeléctrico de 5.0 - 5.5). La adición de estas proteínas aumentó 20% (p<0.05), el porcentaje de espermatozoides viables post-descongelación en muestras congeladas en medio citrato-fructosa-yema (con dosis de 1 ó 1.5 mg de proteína/106 espermatozoides), y 25% (p<0.05) en muestras congeladas en medio Bioxcell® (con dosis de 0.5 mg de proteína/106 espermatozoides). Conclusiones. Los resultados de esta investigación sugieren el posible uso de proteínas de bajo peso molecular del plasma seminal, para disminuir el efecto deletéreo de la criopreservación en los espermatozoides


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  1. Barrios B, Perez PE, Gallego M. Seminal plasma proteins revert the cold-shock damage on ram sperm membrane. Biol Reprod 2000; 63:1531-1537. http://dx.doi.org/10.1095/biolreprod63.5.1531
  2. Moura A, Hasan K. Identification of proteins in accessory sex gland fluid associated with fertility indexes of dairy bulls. J Androl 2006; 27(2):201-212. http://dx.doi.org/10.2164/jandrol.05089
  3. Watson PF. Cooling of spermatozoa and fertility capacity. Reprod Domest Anim 1999; 31:135-40. http://dx.doi.org/10.1111/j.1439-0531.1995.tb00016.x
  4. Moussa M, Matinet V, Trimeche A, Tainturier D, Anton M. Low density lipoproteins extracted from hen egg yolk by an easy method: cryoprotective effect on frozenthawed bull semen. Theriogenology 2002; 57:1695-706. http://dx.doi.org/10.1016/S0093-691X(02)00682-9
  5. Gil J, Rodiguez-Irazoqui M, Lundeheim N, Soderquist L, Rodriguez-Martinez H. Fertility of ram semen frozen in Bioexcell and used for cervical artificial insemination. Theriogenology 2003; 59:1157-70. http://dx.doi.org/10.1016/S0093-691X(02)01178-0
  6. Forouzanfar M, Sharafi SM, Hosseini S, Ostadhosseini M, Hajian L, Hosseini P et al. In vitro comparison of egg yolk–based and soybean lecithin–based extenders for cryopreservation o f ram semen . Theriogenology 2010; 73:480-487. http://dx.doi.org/10.1016/j.theriogenology.2009.10.005
  7. Bousseau S, Brillard JP, Guienne M, Guerin B, Camus A, Lechat M. Comparison of bacteriological qualities of various egg yolk sources and the in vitro and in vivo fertilizing potential of bovine semen frozen in egg yolk or lecithin-based diluents. Theriogenology 1998; 50:699-706. http://dx.doi.org/10.1016/S0093-691X(98)00175-7
  8. Gwathmey T M. PDC-109 (BSP-A1/A2) promotes bull sperm binding to oviductal epithelium in vitro and may be involved in forming the oviductal sperm reservoir. Biol Reprod 2003; 69:809-815. http://dx.doi.org/10.1095/biolreprod.102.010827
  9. Manjunath P, Lefevbre J, Wright W. 2009. New nomenclature for mammalian BSP genes. Biol Reprod 2009; 80:394-397.
  10. Barrios B, Fernández-Juan M, Mui-o-Blanco T, Cebrián-Pérez J.A. Immunocytochemical localization and biochemical characterization of two seminal plasma proteins which protect ram spermatozoa against coldshock. J Androl 2005; 26:539-549. http://dx.doi.org/10.2164/jandrol.04172
  11. Desnoyers L, Therien I, Manjunath, P. Characterization of the major proteins of bovine seminal fluid by two dimensional polyacrilamide gel electrophoresis. Mol Reprod Dev 1994; 37:425-435. http://dx.doi.org/10.1002/mrd.1080370409
  12. Cross NL. Multiple effects of seminal plasma on the acrosome reaction of human sperm. Mol Reprod Dev 1993; 35:316-323. http://dx.doi.org/10.1002/mrd.1080350314
  13. Fernández-Juan M, Gallego M, Barrios B, Osada J, Cebrián-Pérez J.A, Mui-o-Blanco T. Immunohistochemical localization of spermpreserving proteins in the ram reproductive tract. J Androl 2006; 27:588-595. http://dx.doi.org/10.2164/jandrol.05187
  14. Perez-Pe R, Cebrián-Perez J, Mui-o-Blanco T. Semen plasma proteins prevent cold-shock membrane damage to ram spermatozoa. Theriogenology 2000; 56:425-434. http://dx.doi.org/10.1016/S0093-691X(01)00574-X
  15. Colas C, Junquera C, Perez-Pe R, CebriánPérez JA, Mui-o-Blanco T. Ultrastructural study of the ability of semnial plasma proteins to protect ram spermatozoa against cold-shock. Microsc Res Tech 2009; 72:566-572. http://dx.doi.org/10.1002/jemt.20710
  16. Harrison RA, Vickers S. Use of fluorescent probes to assess membrane integrity in mammalian spermatozoa. J Reprod Fertil 1990; 88:342-353.
  17. Laemmli UK . Cleavage o f structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature 1970; 227:680-685. http://dx.doi.org/10.1038/227680a0
  18. Cardozo J.A , Fernández-Juan M, Forcada F, Abecia, A, Muino-Blanco T. CebrianPérez J. 2006. Monthly variations in ovine seminal plasma proteins analyzed by two dimensional polyacrylamide gel electrophoresis. Theriogenology 2006; 66:841-850.
  19. Therien I, Moreau R, Manjunath P. Bovine seminal plasma phosphplipids binding proteins stimulate phospholipids efflux from epididymal sperm. Biol Reprod 1999; 61:590-598. http://dx.doi.org/10.1095/biolreprod61.3.590
  20. Swamy M. Interaction of bovine seminal plasma proteins with model membranes and sperm plasma membranes. Cur Sci 2004; 87:103-211.
  21. Rota A, Penzo N, Vicenti L. Hypoosmotic swelling (HOS) as a screening assay for testing in vitro fertility of bovine spermatozoa. Theriogenology 2000; 53:1415-1420. http://dx.doi.org/10.1016/S0093-691X(00)00284-3
  22. Souza C, Moura A, Killian G. 2008. Binding patterns of bovine seminal plasma proteins A1/A2, 30 kDa and osteopontin on ejaculated sperm before and after incubation with isthmic and ampullary oviductal fluid. Anim Reprod Sci 2008; 105:72-89. http://dx.doi.org/10.1016/j.anireprosci.2007.11.027
  23. Moura A, Chapman D, Killian A. 2007 comprehensive proteomic analysis of the accessory sex gland fluid from mature Holstein bulls. Anim Reprod Sci 2008; 98:169-188. http://dx.doi.org/10.1016/j.anireprosci.2006.03.012
  24. Manjunath P, Therien, I. Role of seminal plasma phospholipids binding proteins in sperm membrane lipids modification that occurs during capacitation. J Reprod Immunol 2002; 53:109-119. http://dx.doi.org/10.1016/S0165-0378(01)00098-5

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