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Efecto de la ración alimentaria en la acumulación amonio y supervivencia de Dormitator latifrons

Effect of food ration on ammonium accumulation and survival of Dormitator latifrons



Cómo citar
Muñoz-Chumo, L. G. ., Cruz-Quintana, Y., Santana-Piñeros, A. M. ., & Vélez-Chica, J. C. . (2023). Efecto de la ración alimentaria en la acumulación amonio y supervivencia de Dormitator latifrons . Revista MVZ Córdoba, 28(3), e3067. https://doi.org/10.21897/rmvz.3067

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Esta obra está bajo una licencia internacional Creative Commons Atribución-NoComercial-CompartirIgual 4.0.

Leonela Griselda Muñoz-Chumo
Yanis Cruz-Quintana
Ana María Santana-Piñeros
Juan Carlos Vélez-Chica

Leonela Griselda Muñoz-Chumo,

Universidad Técnica de Manabí (UTM), Instituto de Posgrado, Maestría de Investigación en Acuicultura, Bahía de Caráquez, Manabí, Ecuador.


Yanis Cruz-Quintana,

Universidad Técnica de Manabí, Ecuador


Ana María Santana-Piñeros,

Universidad Técnica de Manabí (UTM). Facultad de Acuicultura y Ciencias del Mar. Departamento de Acuicultura, Pesca y Recursos Naturales Renovables. Grupo de Investigación en Sanidad Acuícola, Inocuidad y Salud Ambiental (SAISA). Bahía de Caráquez, Manabí, Ecuador.


Juan Carlos Vélez-Chica,

Universidad Técnica de Manabí (UTM). Facultad de Acuicultura y Ciencias del Mar. Departamento de Acuicultura, Pesca y Recursos Naturales Renovables. Grupo de Investigación en Sanidad Acuícola, Inocuidad y Salud Ambiental (SAISA). Bahía de Caráquez, Manabí, Ecuador.


Objetivos. Evaluar el efecto de la ración alimentaria en la acumulación de nitrógeno amoniacal total y la supervivencia de juveniles de D. latifrons en condiciones experimentales. Materiales y métodos. Se implementó un diseño experimental completamente aleatorizado, sin recambio de agua por 72 h, 10 peces por réplica y tres réplicas por tratamiento, con raciones de alimentación del 2, 4, 6 y 8 % en relación con la biomasa y alimento balanceado para camarón al 35 % proteína. Diariamente se registraron los parámetros de calidad del agua y se contabilizaron los organismos muertos. Resultados. Las concentraciones de nitrógeno amoniacal total oscilaron entre 1.05 y 7.80 mg*L-1 y el amonio no ionizado osciló entre 0.33 y 2.27 mg*L-1. La ración de alimentación al 2 % mostró valores de nitrógeno amoniacal total (5.16 ± 1.70 mg*L-1) y amonio no ionizado (1.56 ± 0.48 mg*L-1) significativamente (p < 0.05) mayor al resto de tratamientos; sin embargo, mostró las mayores supervivencias (100 – 56 %). La supervivencia se redujo en todos los tratamientos; las raciones de 6 y 8 % registraron mortalidad desde las 24 h. La DL50 % a las 72 h se estimó con una ración de alimento del 5.54 % con respecto a la biomasa. Conclusiones. Dormitator latifrons resiste concentraciones de amonio no ionizado por encima de 1 mg*L-1. En cultivos intensivos de D. latifrons se debe emplear una ración alimentaria menor al 4 % respecto a la biomasa, con recambios de agua al menos cada 48 h para evitar mortalidades.


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  1. Bucking C. A broader look at ammonia production, excretion, and transport in fish: a review of impacts of feeding and the environment. J Comp Physiol. 2017; 187(1):1-18. https://doi.org/10.1007/ s00360-016-1026-9
  2. Parvathy A, Das B, Jifiriya M, Varghese T, Pillai D, Rejish Kumar V. Ammonia induced toxico-physiological responses in fish and management interventions. Rev Aquac. 2022; 1:1-28. https://doi.org/10.1111/ raq.12730 9/11
  3. Tacon A, Metian M. Feed Matters: Satisfying the Feed Demand of Aquaculture. Rev Fish Sci Aquac. 2015; 23(1):1-10. https://doi. org/10.1080/23308249.2014.987209
  4. Xu Z, Cao J, Qin X, Qiu W, Mei J, Xie J. Toxic Effects on Bioaccumulation, Hematological Parameters, Oxidative Stress, Immune Responses and Tissue Structure in Fish Exposed to Ammonia Nitrogen: A Review. Animals. 2021; 11(3304):1-19. https://doi. org/10.3390/ani11113304
  5. Rahimnejad S, Dabrowski K, Izquierdo M, Malinovskyi O, Kolářová J, Policar T. Effects of Dietary Protein and Lipid Levels on Growth, Body Composition, Blood Biochemistry, Antioxidant Capacity and Ammonia Excretion of European Grayling (Thymallus thymallus). Front Mar Sci. 2021; 8(715636):1-14. https://doi.org/10.3389/ fmars.2021.715636
  6. Chatvijitkul S, Boyd C, Davis D. Nitrogen, Phosphorus, and Carbon Concentrations in Some Common Aquaculture Feeds. J World Aquacult Soc. 2018; 49:477-483. https:// doi.org/10.1111/jwas.12443
  7. Zarantoniello M, Bortoletti M, Olivotto I, Ratti S, Poltronieri C, Negrato E, (et al). Salinity, Temperature and Ammonia Acute Stress Response in Seabream (Sparus aurata) Juveniles: A Multidisciplinary Study. Animals. 2021; 11(97):1-15. https://doi. org/10.3390/ani11010097
  8. Al-Zaidan A. The Acute Effects of Un-ionized Ammonia on Zebrafish (Danio rerio). Fish Aquac J. 2017; 8(03):1-10. https://doi. org/10.4172/2150-3508.1000212
  9. Barbieri E, Bondioli A. Acute toxicity of ammonia in Pacu fish (Piaractus mesopotamicus, Holmberg, 1887) at different temperatures levels. Aquac Res. 2015; 46(3):565-571. https://doi. org/10.1111/are.12203
  10. Yang Q, Ma Z, Qin J, Yang R, Zhou S, Hu J, (et al). Effect of Acute Ammonia Stress on Antioxidant Enzymes and Digestive Enzymes in Barramundi Lates calcarifer Larvae. Isr J Aquac - Bamidgeh. 2018; 70(20930):1-12. https://doi.org/10.46989/001c.20930
  11. Zeitoun M, EL-Azrak K, Zaki M, NematAllah B, Mehana E. Effects of ammonia toxicity on growth performance, cortisol, glucose and hematological response of Nile Tilapia (Oreochromis niloticus). Aceh J Anim Sci. 2016; 1(1):21-28. https://doi. org/10.13170/ajas.1.1.4077
  12. Sriyasak P, Chitmanat C, Whangchai N, Promya J, Lebel L. Effect of water destratification on dissolved oxygen and ammonia in tilapia ponds in Northern Thailand. Int Aquat Res. 2015; 7(4):287- 299. https://doi.org/10.1007/s40071-015- 0113-y
  13. Tumwesigye Z, Tumwesigye W, Opio F, Kemigabo C, Mujuni B. The Effect of Water Quality on Aquaculture Productivity in Ibanda District, Uganda. Aquac J. 2022; 2(1):23-36. https://doi.org/10.3390/ aquacj2010003
  14. Vega-Villasante F, Ruiz-González L, ChongCarrillo O, Basto-Rosales M, Palma-Cancino D, Tintos-Gómez A, (et al). Biology and use of the Pacific fat sleeper Dormitator latifrons (Richardson, 1844): state of the art review. Lat Am J Aquat Res. 2021; 49(3):391-403. https://doi.org/10.3856/vol49-issue3- fulltext-2637
  15. Reyes-Mero B, Santana-Piñeros A, MuñozChumo L, Cruz-Quintana Y, Gisbert E. Yolk Absorption Rate and Mouth Development in Larvae of Dormitator latifrons (Perciformes: Eleotridae). Fishes. 2022; 7(375):1-9. https://doi.org/10.3390/fishes7060375
  16. Gomes-Paim F, Nirchio M, Oliveira C, Rossi AR. Sex Chromosomes and Internal Telomeric Sequences in Dormitator latifrons (Richardson 1844) (Eleotridae: Eleotrinae): An Insight into their Origin in the Genus. Genes. 2020; 11(659):1-11. https://doi.org/10.3390/genes11060659
  17. Flores-Nava A, Brown, A. Peces nativos de agua dulce de América del Sur de interés para la acuicultura: Una síntesis del estado de desarrollo tecnológico de su cultivo. Serie Acuicultura en Latinoamerica (FAO). Roma; 2010. http://www.fao.org/docrep/014/i1773s/i1773s.pdf 10/11
  18. González-Martinez A, López M, Molero HM, Rodríguez J, González M, Barba C, (et al). Morphometric and Meristic Characterization of Native Chame Fish (Dormitator latifrons) in Ecuador Using Multivariate Analysis. Animals. 2020; 10(1805):1-16. https:// www.mdpi.com/2076-2615/10/10/1805
  19. Badillo-Zapata D, Tafoya-Sánchez D, VargasCeballos M, Ruiz-Gonzalez L, RodríguezMontes de Oca G, Palma-Cancino D, et al. Efecto de la densidad de siembra sobre el crecimiento y parámetros sanguíneos de Dormitator latifrons (Richardson, 1844). Ecosist Recur Agropec. 2022; 9(3): 1-9. https://doi.org/10.19136/era.a9n3.3310
  20. Machuca C, Rodríguez J. Crecimiento de chame (Dormitator latifrons) bajo tres densidades de siembra, con tecnología biofloc. UTEQ 2022; 87. https://repositorio. uteq.edu.ec/handle/43000/6783
  21. Chang B, Navas W. Seasonal variations in growth , condition and gonads o f Dormitator latifrons (Richardson) in the Chone River Basin, Ecuador. J Fish Biol. 1984; 24(6):637-648. https://doi. org/10.1111/j.1095-8649.1984.tb04834.x
  22. Demska-Zakęś K, Gomułka P, Pożyński M, Zakęś Z.Effect of a short-term sodium chloride bath on juvenile pikeperch (Sander lucioperca) welfare. Aquac Rep. 2021; 19(100569):1-9. https://doi.org/10.1016/j. aqrep.2020.100569
  23. Emerson K, Russo R, Lund R, Thurston R. Aqueous Ammonia Equilibrium Calculations: Effect of pH and Temperature. J Fish Res Board Can. 1975; 32(12):2379-2383. https://doi.org/10.1139/f75-274
  24. Ritz C, Baty F, Streibig JC, Gerhard D. Dose-Response Analysis Using R. PLOS ONE. 2015; 10(12):1-13. https://doi. org/10.1371/journal.pone.0146021
  25. Ritz C, Jensen SM, Gerhard D, Streibig JC. Dose-response analysis using R. CRC Press; 2019. https://doi.org/10.1201/b21966
  26. López-Huerta JM, Vega-Villasante F, Viana MT, Carrillo-Farnés O, Badillo-Zapata D. First report of nutritional quality of the native fish Dormitator latifrons (Richardson, 1844) (Perciformes: Eleotridae). Lat Am J Aquat Res. 2018; 46(4):849–854. https://doi. org/10.3856/vol46-issue4-fulltext-24
  27. Badillo-Zapata D, Zaragoza F, Vega-Villasante F, López-Huerta J, Herrera-Resendiz S, Cueto-Cortés L, (et al). Requerimiento de proteína y lípidos para el crecimiento de juveniles del pez nativo Dormitator latifrons (Richardson, 1844). Ecosistemas Recur Agropecu. 2018; 5(14):345-351. https:// doi.org/10.19136/era.a5nl4.1554
  28. Mustapha M , Akinshola F. Ammonia Concentrations in Different Aquaculture Holding Tanks. West Afr J Appl Ecol. 2016; 24(1):1-8. https://doi.org/10.4314/wajae. v24i1
  29. Burut-Archanai S, Ubertino D, Chumtong P, M h u a n t o n g W, Pow t o n g s o o k S , Piyapattanakorn S. Dynamics of Microbial Community During Nitrification Biofilter Acclimation with Low and High Ammonia. Mar Biotechnol (NY). 2021; 23(4):671- 681. https://doi.org/10.1007/s10126-021- 10056-1
  30. Obirikorang P, Campion B, Edziyie R, Duodu C, Adjei-Boateng D. Effects of oilseed meals on pellet characteristics, faecal matter production, postprandial ammonia and phosphorus excretion rates in Nile tilapia, Oreochromis niloticus. J Appl Anim Res. 2020; 48(1):525-533. https://doi.org/10. 1080/09712119.2020.1840382
  31. Cong M, Wu H, Cao T, Ji C, Lv J. Effects of ammonia nitrogen on gill mitochondria in clam Ruditapes philippinarum. Environ Toxicol Pharmacol. 2019; 65:46-52. https:// doi.org/10.1016/j.etap.2018.12.003
  32. Glover CN, Bucking C, Wood CM. The skin of fish as a transport epithelium: a review. J Comp Physiol. 2013; 183(7):877-891. https://doi.org/10.1007/s00360-013-0761-4 11/11
  33. Diricx M, Sinha AK, Liew H, Mauro N, Blust R, De Boeck G. Compensatory responses in common carp (Cyprinus carpio) under ammonia exposure: Additional effects of feeding and exercise. Aquat Toxicol. 2013; 142–143:123-37. https://doi. org/10.1016/j.aquatox.2013.08.007
  34. Ip Y, Chew S. Air-breathing and excretory nitrogen metabolism in fishes. Acta Histochem. 2018; 120(7):680-690. https:// doi.org/10.1016/j.acthis.2018.08.013
  35. Brett J, Zala C. Daily Pattern of Nitrogen Excretion and Oxygen Consumption of Sockeye Salmon (Oncorhynchus nerka) under Controlled Conditions. J Fish Res Board Can. 1975; 32(12):2479-2486. https://doi.org/10.1139/f75-285
  36. Lefevre S, Wang T, Jensen A, Cong N, Huong D, Phuong N, (et al). Air-breathing fishes in aquaculture. What can we learn from physiology? J Fish Biol. 2014; 84(3):705- 731. https://doi.org/10.1111/jfb.12302
  37. Chew S, Ip Y. Excretory nitrogen metabolism and defence against ammonia toxicity in air-breathing fishes. J Fish Biol. 2014; 84(3):603-638. https://doi.org/10.1111/ jfb.12279

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