Metodología para la determinación de cortisol plasmático en peces usando la prueba de inmunoensayo enzimático (ELISA)
Artículo barra lateral
PDF
Sección: Artículos Originales
¿Cómo citar?
Velasco Santamaría, Y., & Cruz Casallas, P. (2007). Metodología para la determinación de cortisol plasmático en peces usando la prueba de inmunoensayo enzimático (ELISA). Revista MVZ Córdoba, 12(1). https://doi.org/10.21897/rmvz.431
Formatos de citación
Licencia
Esta obra está bajo una Licencia Creative Commons Atribución-NoComercial-CompartirIgual 4.0 Internacional.
Contenido principal del artículo
Autores
Yohana Velasco Santamaría Pablo Cruz CasallasResumen
Objetivo. Describir el procedimiento para determinar cortisol plasmático en peces, utilizando la prueba de inmunoensayo enzimático (ELISA). Materiales y métodos. Dos muestras de plasma de trucha arco iris Oncorhynchus mykiss fueron analizadas empleando un kit de ELISA desarrollado para humanos. Siete soluciones estándar conteniendo 0, 20, 50, 100, 200, 400 y 800 ng.ml-1 de cortisol fueron usadas para construir una curva de calibración. Para la prueba de recuperación se emplearon las soluciones estándar de 50, 100 y 200 ng.ml-1; finalmente, para la prueba de linealidad se prepararon cuatro diluciones de las muestras de plasma, así: 1/2, 1/4, 1/8 y 1/16. A cada pozo de la placa se adicionaron tanto las muestras de plasma como las soluciones estándar, las cuales fueron conjugadas con peroxidasa y posteriormente se adicionó el substrato de la enzima. Esta reacción enzimática se detuvo por medio de la adición de ácido fosfórico (0.5 M) y posteriormente, la absorbancia fue medida a 450 nm. La precisión del procedimiento de pipetaje fue evaluado previo a la prueba. El porcentaje de recuperación y de linealidad, así como la curva de calibración y de paralelismo fueron determinadas. Resultados. La curva estándar mostró un alto coeficiente de correlación (r2 = 0.998). La concentración de cortisol en las dos muestras de plasma fluctuó entre 64 y 72 ng.ml-1. Sólo la solución estándar de 200 ng.ml-1 mostró un porcentaje de recuperación superior al 80%; en contraste, en las soluciones estándar de 50 y 100 ng.ml-1 el porcentaje de recuperación fluctuó entre 52 y 71%. En las diluciones de 1/2 y 1/8 se observó un buen porcentaje de linealidad (86 a 168%). Finalmente, las muestras mostraron cierto grado de paralelismo con la curva estándar. Conclusiones. El uso de la prueba de ELISA para determinar cortisol plasmático en humanos, es confiable y eficiente para la cuantificación de cortisol plasmático en peces.
Palabras clave:
Detalles del artículo
Referencias
1. Tin to s A , Migue z J , Man ce ra J , Soengas J. Development of a microtitre plate indirect ELISA for measuring cortisol in teleosts, and evaluation of stress responses in rainbow trout and gilthead sea bream. J Fish Biol 2006; 68(1): 251-263. http://dx.doi.org/10.1111/j.0022-1112.2006.00898.x
2. Tri p a t hi G , Ve rm a P. Pa t hway - specific response to cortisol in the metabolism of catfish. Comp Biochem Physiol B 2003; 136(3): 463-471. http://dx.doi.org/10.1016/S1096-4959(03)00249-5
3. L e u n g W, C h a n P, B o s g o e d F, Lehmann K, Renneberg I, Lehmann M et al. One-step quantitative cortisol dipstick with proportional reading. J Immunol Methods 2003; 281(1-2): 109-118.
4. Donaldson E. The pituitary-interrenal axis and indicator of stress in fish. In: Pickering AD (Ed.), Stress and Fish Bristol Academic Press Inc 1981, pp.367
5. Eddy F. Effects of stress on osmotic and ionic regulation in fish. In: Pickering AD (Ed.), Stress and Fish, Bristol, Academic Press Inc 1981, pp.367.
6. Nelson D, Cox M. Lehninger Principles of Biochemistry, W.H. Freeman & Co 2005, pp.1119.
7. Chester J, Chan D, Henderson I, Ball J. The adrenocortical steroids, adrenocorticotropin and the corpuscles of Stannius. In: Hoar WS and Randall DJ (Eds.), Fish Physiology: The Endocrine System, London, Academic Press Inc 1969, pp.446.
8. Ellis A. Stress and the modulation of defence mechanims in fish. In: Pickering AD (Ed.), Stress and Fish, Bristol, Academic Press Inc 1981, pp.367.
9. Jensen K, Ankley G. Evaluation of a commercial kit for measuring vitellogenin in the fathead minnow (Pimephales promelas). Ecotoxicol Environ Saf 2006; 64(2): 101-105. http://dx.doi.org/10.1016/j.ecoenv.2006.02.011
10. Barry T, Lapp A, Kayes T, Malison J. Validation of a microtitre plate ELISA for measuring cortisol in fish and comparison of stress responses of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) and lake trout (Salvelinus namaycush). Aquaculture 1993; 117(3-4): 351-363.
11. Carey J, McCormick S. Atlantic salmon smolts are more responsive to an acute handling and confinement stress than parr. Aquaculture 1998; 168(1-4): 237-253.
12. Kelly S, Woo N. The response of sea bream following abrupt hyposmotic exposure. J Fish Biol 1999; 55(4): 732-750. http://dx.doi.org/10.1111/j.1095-8649.1999.tb00714.x
13. B a y u n o v a L , B a r a n ni k o v a I , S em e n ko va T. S t u r g e o n s t r e s s reactions in aquaculture. J Appl Ichthyol 2002; 18(4-6): 397-404.
14. Cataldi E, Di Marco P, Mandich A, Cataudella S. Serum parameters of Adriatic sturgeon Acipenser naccarii (Pisces: Acipenseriformes): effects of temperature and stress. Comp Biochem Physiol A 1998; 121(4): 351-354. http://dx.doi.org/10.1016/S1095-6433(98)10134-4
15. Lankford S, Adams TE, Cech J. Time of day and water temperature modify the physiological stress response in green sturgeon, Acipenser medirostris. Comp Biochem Physiol 2003; 135(2): 291-302. http://dx.doi.org/10.1016/S1095-6433(03)00075-8
16. Schreck C, Contreras-Sanchez W, Fitzpatrick M. Effects of stress on fish reproduction, gamete quality, and progeny. Aquaculture 2001; 197(1-4): 3-24.
17. Ortu-o J, Esteban M, Meseguer J. Effects of four anaesthetics on the innate immune response of gilthead seabream (Sparus aurata L.). Fish Shellfish Immunol 2002; 12(1): 49-59.
2. Tri p a t hi G , Ve rm a P. Pa t hway - specific response to cortisol in the metabolism of catfish. Comp Biochem Physiol B 2003; 136(3): 463-471. http://dx.doi.org/10.1016/S1096-4959(03)00249-5
3. L e u n g W, C h a n P, B o s g o e d F, Lehmann K, Renneberg I, Lehmann M et al. One-step quantitative cortisol dipstick with proportional reading. J Immunol Methods 2003; 281(1-2): 109-118.
4. Donaldson E. The pituitary-interrenal axis and indicator of stress in fish. In: Pickering AD (Ed.), Stress and Fish Bristol Academic Press Inc 1981, pp.367
5. Eddy F. Effects of stress on osmotic and ionic regulation in fish. In: Pickering AD (Ed.), Stress and Fish, Bristol, Academic Press Inc 1981, pp.367.
6. Nelson D, Cox M. Lehninger Principles of Biochemistry, W.H. Freeman & Co 2005, pp.1119.
7. Chester J, Chan D, Henderson I, Ball J. The adrenocortical steroids, adrenocorticotropin and the corpuscles of Stannius. In: Hoar WS and Randall DJ (Eds.), Fish Physiology: The Endocrine System, London, Academic Press Inc 1969, pp.446.
8. Ellis A. Stress and the modulation of defence mechanims in fish. In: Pickering AD (Ed.), Stress and Fish, Bristol, Academic Press Inc 1981, pp.367.
9. Jensen K, Ankley G. Evaluation of a commercial kit for measuring vitellogenin in the fathead minnow (Pimephales promelas). Ecotoxicol Environ Saf 2006; 64(2): 101-105. http://dx.doi.org/10.1016/j.ecoenv.2006.02.011
10. Barry T, Lapp A, Kayes T, Malison J. Validation of a microtitre plate ELISA for measuring cortisol in fish and comparison of stress responses of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) and lake trout (Salvelinus namaycush). Aquaculture 1993; 117(3-4): 351-363.
11. Carey J, McCormick S. Atlantic salmon smolts are more responsive to an acute handling and confinement stress than parr. Aquaculture 1998; 168(1-4): 237-253.
12. Kelly S, Woo N. The response of sea bream following abrupt hyposmotic exposure. J Fish Biol 1999; 55(4): 732-750. http://dx.doi.org/10.1111/j.1095-8649.1999.tb00714.x
13. B a y u n o v a L , B a r a n ni k o v a I , S em e n ko va T. S t u r g e o n s t r e s s reactions in aquaculture. J Appl Ichthyol 2002; 18(4-6): 397-404.
14. Cataldi E, Di Marco P, Mandich A, Cataudella S. Serum parameters of Adriatic sturgeon Acipenser naccarii (Pisces: Acipenseriformes): effects of temperature and stress. Comp Biochem Physiol A 1998; 121(4): 351-354. http://dx.doi.org/10.1016/S1095-6433(98)10134-4
15. Lankford S, Adams TE, Cech J. Time of day and water temperature modify the physiological stress response in green sturgeon, Acipenser medirostris. Comp Biochem Physiol 2003; 135(2): 291-302. http://dx.doi.org/10.1016/S1095-6433(03)00075-8
16. Schreck C, Contreras-Sanchez W, Fitzpatrick M. Effects of stress on fish reproduction, gamete quality, and progeny. Aquaculture 2001; 197(1-4): 3-24.
17. Ortu-o J, Esteban M, Meseguer J. Effects of four anaesthetics on the innate immune response of gilthead seabream (Sparus aurata L.). Fish Shellfish Immunol 2002; 12(1): 49-59.
Descargas
La descarga de datos todavía no está disponible.
