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Examen de adenovirus con métodos moleculares y patológicos en casos de pneumonía ovina

Examination of adenoviruses with molecular and pathological methods in sheep pneumonia cases



Cómo citar
Dörtbudak, M. B., Sağlam, Y. S. ., Yıldırım, S. ., & Timurkan, M. Özkan . (2024). Examen de adenovirus con métodos moleculares y patológicos en casos de pneumonía ovina. Revista MVZ Córdoba, 27(s), e2738. https://doi.org/10.21897/rmvz.2738

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Esta obra está bajo una licencia internacional Creative Commons Atribución-NoComercial-CompartirIgual 4.0.


Muhammet Bahaeddin Dörtbudak,

Bingol University Faculty of Veterinary Medicine, Department of Veterinary Pathology, Bingol, Turkey.


Yavuz Selim Sağlam,

Atatürk University Faculty of Veterinary Medicine, Department of Veterinary Pathology, Erzurum, Turkey.


Serkan Yıldırım,

Atatürk University Faculty of Veterinary Medicine, Department of Veterinary Pathology, Erzurum, Turkey.


Mehmet Özkan Timurkan,

Atatürk University Faculty of Veterinary Medicine, Department of Veterinary Virology, Erzurum, Turkey.


Objetivo. Revelar adenovirus (AdV) que causan pneumonía en ovejas y examinar cambios patológicos en los ganglios linfáticos pulmonares y mediastínicos de muestras positivas para adenovirus infectadas de forma natural. Material y métodos. Se examinaron macroscópicamente 1459 pulmones de ovejas y se detectaron lesiones de pneumonía en 88 (6.03%) de estas. Las secciones de tejido parafinadas de estos especímenes con pneumonía se examinaron con los métodos inmunohistoquímicos (IHC) e inmunofluorescencia indirecta (IF), mientras que tejidos homogeneizados se examinaron usando los métodos ELISA de antígeno y PCR para determinar la positividad de adenovirus. Resultados. La prevalencia de adenovirus se determinó como 19.3% para IHC, 22.7% para IF, 20.5% para ELISA y 13.6% para PCR. La tinción con hematoxilina-eosina (HE) se realizó para examinar los cambios histopatológicos en las muestras que estaban infectadas naturalmente con adenovirus. Los exámenes histopatológicos de las muestras de pulmón infectadas de forma natural revelaron mayormente pneumonía intersticial, junto con hallazgos de pneumonía catarral y verminosa. Se determinó que los métodos más eficaces en la detección de adenovirus en pneumonías ovinas fueron encontrado respectivamente como IF, ELISA, IHC y PCR. El hallazgo de que los adenovirus solo se vio en los ganglios linfáticos mediastínicos de algunas muestras en los métodos inmunopatológicos sugirió latencia. Conclusiones. La presencia de adenovirus en casos de pneumonía ovina se determinó por primera vez con los métodos de inmunofluorescencia indirecta, ELISA de antígenos y PCR. La posibilidad de la naturaleza latente de la infección por adenovirus en estas especies también se discutió por primera vez.


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  1. Saleh NS, Allam TS. Pneumonia in sheep: bacteriological and clinicopathological studies. Am J Res Commun.2014; 2(11):70-88. http://www.usa-journals.com/wp-content/uploads/2014/10/Saleh_Vol211.pdf
  2. McRae KM, Baird HJ, Dodds KG, Bixley MJ, Clarke SM. Incidence and heritability of ovine pneumonia, and the relationship with production traits in New Zealand sheep. Small Rumin Res. 2016; 145:136-141. https://doi.org/10.1016/j.smallrumres.2016.11.003
  3. Watkiss ER. Pathogenesis of respiratory syncytial virus. Curr Opin Virol. 2012;2(3):300-305. https://doi.org/10.1016/j.coviro.2012.01.008
  4. Benavides J, González L, Dagleish M, Pérez V. Diagnostic pathology in microbial diseases of sheep or goats. Vet Microbiol. 2015; 181(1-2):15-26. https://doi.org/10.1016/j.vetmic.2015.07.012
  5. Benkő M, Aoki K, Arnberg N, Davison AJ, Echavarría M, Hess M, et al. ICTV Virus Taxonomy Profile: Adenoviridae 2022. J Gen Virol. 2022; 103(3):001721. https://doi.org/10.1099/jgv.0.001721
  6. Debey BM, Lehmkuhl HD, Chard-Bergstrom C, Hobbs LA. Ovine adenovirus serotype 7-associated mortality in lambs in the United States. Vet Pathol. 2001; 38(6):644-648. https://doi.org/10.1354/vp.38-6-644
  7. Rahal A, Ahmad AH, Prakash A, Mandil R, Kumar AT. Environmental attributes to respiratory diseases of small ruminants. Vet Med Int. 2014; 2014:1-10. https://doi.org/10.1155/2014/853627
  8. Kumar MA, Kumar R, Varshney KC, Nair MG, Lakkawar AW, Sridhar BG, Palanivelu, M. Pathomorphological studies of lung lesions in sheep. Indian J Vet Pathol. 2014; 38(2):75-81. https://doi.org/10.5958/0973-970X.2014.01142.0
  9. Giberson AN, Davidson AR, Parks RJ. Chromatin structure of adenovirus DNA throughout infection. Nucleic Acids Res. 2012; 40(6):2369-2376. https://doi.org/10.1093/nar/gkr1076
  10. Greber UF, Flatt JW. Adenovirus entry: from infection to immunity. Annu Rev Virol. 2019; 6:177-197. https://doi.org/10.1146/annurev-virology-092818-015550
  11. Andres CJ, Angelica ÁM, David CJ. Enfermedades respiratorias de vías aéreas bajas en ovinos, impacto regional, principales etiologías infecciosas y métodos de diagnóstico. Rev. Zooc. 2016; 3(1):25-32. https://revistas.udca.edu.co/index.php/zoociencia/article/view/522
  12. Matthes-Martin S, Boztug H, Lion T. Diagnosis and treatment of adenovirus infection in immunocompromised patients. Expert Rev Anti Infect Ther. 2013; 11(10):1017-1028. https://doi.org/10.1586/14787210.2013.836964
  13. Huang HS, Tsai CL, Chang J, Hsu TC, Lin S, Lee CC. Multiplex PCR system for the rapid diagnosis of respiratory virus infection: systematic review and meta-analysis. Clin Microbiol Infect. 2018; 24(10):1055-1063. https://doi.org/10.1016/j.cmi.2017.11.018
  14. Chakraborty S, Kumar A, Tiwari R, Rahal A, Malik Y, Dhama K, et al. Advances in diagnosis of respiratory diseases of small ruminants. Vet Med Int. 2014; 2014,1-16. http://dx.doi.org/10.1155/2014/508304
  15. Abd El-Ghany WA. A Comprehensive Review on Adenoviruses Infections in Fowl: Epidemiology, Forms, Diagnosis, and Control. J World's Poult Res. 2021; 11(2):151-167. https://dx.doi.org/10.36380/jwpr.2021.19
  16. Sibley SD, Goldberg TL, Pedersen JA. Detection of known and novel adenoviruses in cattle wastes via broad-spectrum primers. Appl Environ Microbiol. 2011; 77(14):5001-5008. https://doi.org/10.1128/AEM.00625-11
  17. Minakshi P, Ranjan K, Brar B, Ambawat S, Shafiq M, Alisha A, et al. New approaches for diagnosis of viral diseases in animals. Adv Anim Vet Sci. 2014; 2(4S):55-63. http://dx.doi.org/10.14737/journal.aavs/2014/2.4s.55.63
  18. Davies DH, Dungworth DL, Mariassy AT. Experimental adenovirus infection of lambs. Vet Microbiol. 1981; 6(2):113-128. https://doi.org/10.1016/0378-1135(81)90004-3
  19. Sharp JM, Rushton B, Rimer RD. Experimental infection of specific pathogen-free lambs with ovine adenovirus type 4. J Comp Pathol. 1976; 86(4):621-628. https://doi.org/10.1016/0021-9975(76)90071-2
  20. Çeribasi AO, Çeribasi S, Ozkaraca M. Immunohistochemical detection of bovine herpesvirus type 1 and bovine adenovirus type 3 antigens in frozen and paraffinized lung sections of pneumonic sheep and goats. Vet Arh. 2016; 86(1):9-21. http://wwwi.vef.hr/vetarhiv/papers/2016-86-1-2.pdf
  21. Jamshidi K, Ozmen O, Rahmani M, Marvaki R, Soltanmohammadi M. Adenovirus Antigen Detection in Paraffinized Lung Sections of Pneumonic Goat Lungs Using Immunohistochemistry. Iran J Vet Res. 2019; 13(2):143-150.https://doi.org/10.22059/IJVM.2019.262877.1004913
  22. Borujeni MP, Hajikolaei MRH, Shapouri MRSA, Roshani F. The role of sheep in the epidemiology of Bovine alphaherpesvirus 1 (BoHV-1). Prev Vet Med. 2020; 174:104818. https://doi.org/10.1016/j.prevetmed.2019.104818
  23. Alpay G, Öner EB, Yeşilbağ K. Seroepidemiology and molecular investigation of pestiviruses among sheep and goats in Northwest Anatolia. Turk J Vet Anim Sci. 2018; 42(3):205-210. https://doi.org/10.1007/s11250-008-9225-3
  24. Alpay G, Tuncer P, Yeşilbağ K. Serological distribution of some viral infections in cattle, sheep and goats in an isolated island-ecosystem. Ankara Univ Vet Fak Derg. 2014; 61(1):43-48. https://doi.org/10.1501/Vetfak_0000002603
  25. Comakli S, Sağlam YS, Timurkan MÖ. Comparative detection of bovine herpesvirus-1 using antigen ELISA, immunohistochemistry and immunofluorescence methods in cattle with pneumonia. Turkish J Vet Anim Sci. 2019; 43(3):306-313. https://dergipark.org.tr/tr/download/article-file/734737
  26. Slatko BE, Gardner AF, Ausubel FM. Overview of next‐generation sequencing technologies. Curr Protoc Mol Biol. 2018; 122(1):e59. https://doi.org/10.1002/cpmb.59
  27. Hoeben RC, Uil TG. Adenovirus DNA replication. Cold Spring Harb Perspect Biol. 2013; 5(3):a013003. https://cshperspectives.cshlp.org/content/5/3/a013003
  28. González-López JJ, Morcillo-Laiz R, Muñoz-Negrete FJ. Adenoviral keratoconjunctivitis: an update. Arch Soc Esp Oftalmol. 2013; 88(3):108-115. https://doi.org/10.1016/j.oftale.2012.07.002
  29. Kundu A, McBride G, Wuertz S. Adenovirus-associated health risks for recreational activities in a multi-use coastal watershed based on site-specific quantitative microbial risk assessment. Water Res. 2013; 47(16):6309-6325. https://doi.org/10.1016/j.watres.2013.08.002
  30. Palomino-Tapia V, Mitevski D, Inglis T, Van der Meer F, Abdul-Careem MF. Molecular Characterization of Hemorrhagic Enteritis Virus (HEV) Obtained from Clinical Samples in Western Canada 2017–2018. Viruses. 2020; 12(9):941. https://doi.org/10.3390/v12090941
  31. Wang H, Zheng Y, Deng J, Chen X, Liu P, Li X. Molecular epidemiology of respiratory adenovirus detection in hospitalized children in Shenzhen, China. Int J Clin Exp Med. 2015; 8(9):15011. https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4658874

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